那時，電壓鉗僅能用于相當大的細胞，因為需要鋒利的微電極來穿透質膜。在1970年代末，貝爾特·薩克曼（Bert Sakmann）和埃爾文·內爾（Erwin Neher）改進了電壓鉗技術，并且***次解析了青蛙骨骼肌膜片上的單離子通道電流。他們因此榮膺1991年諾貝爾生理學和醫學獎[4,5]。下***個突破則是貝爾特·薩克曼（Bert Sakmann）在1980年發明的高阻封接，極大地提高了信噪比，并允許記錄更小的電流[6]。

電生理學，***初誕生在特殊的生物物理實驗室，現在已經擴展到基礎生物學和醫學研究領域，并成為研究神經系統中單個細胞或整個細胞網絡行為的***重要工具之***。

膜片鉗技術可以研究若干，甚至單個離子通道[7]。因此，它引起了興奮類細胞研究工作的極大興趣，例如神經元、心肌細胞和肌纖維。[8]

單個離子通道每秒可以傳導約1000萬個離子。不過，電流僅有幾皮安。記錄這種數量***的電流不僅對研究人員，對于設備而言同樣極具挑戰。原理是將帶有鈍端的薄玻璃或石英管密封在膜上（參見圖1、2和3）。

施加吸力可以產生千兆歐姆***別的高阻抗封接。這種緊密封接可以對膜片進行電隔離，這意味著流過膜片的所有離子都會流入微電極，并借助連接到高靈敏度電子放大器的氯化銀線電極（(Ag/AgCl)電極）記錄。浴電極用于設置零電平。

為了防止細胞膜電位發生變化，放大器會產生類似于流經細胞膜電流的補償電流，作為負反饋機制（參見圖1）。

測量細胞的膜電位并將其與指令電位進行比較。如果指令電位和測量值之間存在差異，則會注入電流。該補償電流將記錄下來，并可以得出有關膜電導的結論。膜電位可以獨立于離子電流進行操縱，這種能力可以研究膜通道的電流-電壓關系。

通過電極微管施加造孔劑（通常為抗生素）會產生穿孔膜片來保證離子連續性，同時細胞內蛋白質不會被電極液洗掉。***常用的膜片鉗模式是全細胞模式（參見圖3）。要實現這種模式，通過短暫施加強吸力來破壞膜片。微電極內部與細胞質連為***體。該方法用于記錄來自整個細胞的電位和電流。對于全細胞測量方式，研究人員有兩種配置方式可供選擇：電壓鉗模式，其中電壓保持恒定并記錄電流，或者電流鉗模式，其中電流保持恒定并觀察膜電位的變化。

此外，也可以僅記錄來自小塊而不是整個細胞的電流。這增加記錄單個離子通道的機會。膜片可以根據微電極內部的兩個不同方向確定方位。為實現內面向外的配置，微電極貼附在細胞膜上，并且可以收回以撕下***小片膜（圖3）。本例中，細胞膜的胞質表面暴露在外面。這種方法通常用于研究單個通道的活性，優點在于可以調整暴露在細胞內表面的培養基。

如果希望研究細胞外誘因（如神經遞質）的影響，則應選擇外面向外的配置（參見圖3）。這種情況下，移液器在全細胞測量配置中收回，導致細胞膜破裂并重組。在該配置中，細胞外表面暴露，因此可以輕松應用細胞外誘因。

根據樣品不同，需要使用倒置（培養細胞）或者具有穩定平臺的正置固定載物臺顯微鏡（切片樣品）。如果要研究急性切片中的細胞，建議使用紅外DIC（微分干涉對比）顯微鏡[9]，后者可以更加方便地觀察細胞膜。顯微鏡應放置在防振臺上，因為任何移動都可能對微電極和細胞膜之間的封接造成致命影響。

需要使用顯微操作臂來精確移動微電極。加熱并拉長小型玻璃或石英毛細管可以形成極細的微電極管。電極管吸頭的直徑約為1微米，其中包含的膜片僅含幾個（甚至***個）離子通道。微電極管吸頭需要在熔融狀態進行熱拋光，以便在吸頭接觸到細胞膜后實現高阻抗封接。電極管中含有類似于胞外溶液或細胞質的溶液，具體取決于記錄模式。微電極安裝在顯微操作臂上，可以向細胞膜***移動。

為了檢測電流，使用了氯化銀線。同樣采用氯化銀線（作為銀/氯化銀電極）的浴電極設置為零電流值。帶低噪聲晶體管的差分放大器連接到計算機，以進行數據采集和數字化，可以采購特定軟件來控制該放大器并分析數據。或者，可以使用示波器來監測電流。如有需要，可以為該配置添加灌注系統。特定物質可以通過灌注筆或使用POC（灌注開關）室添加。